Дiагностика стафилококкових iнфекцiй
Незважаючи на те, що стафiлококи належать до числа найбiльше виявля_легко й розпiзнаваних мiкроорганiзмiв, що не вимагають складних
дiагностичних прийомiв для ïхнього виявлення, у практичнiй роботi
мiкробiологи дотепер зазнають певних труднощiв при встановленнi
ïхньоï причинноï ролi в рядi рiзних захворювань. З одного
боку, присутнiсть патогенних стафiлококiв, що виявляється в
дослiджуваному матерiалi, не завжди є переконливим доказом ïх
етиологического значення. З iнший, з огляду на велику розмаïтiсть
проявiв бiологiчноï активностi цих мiкробiв, що залежить вiд
рiзних, що не завжди пiддаються облiку факторiв, широку ïхню
мiнливiсть пiд впливом лiкарських речовин i самого макроорганiзму,
досить складно буває визначити ïхню потенцiйну патогеннiсть.
Нарештi, третя причина пов'язана з тим, що стафiлококи є
представниками нормальноï мiкрофлори iз групи умовно патогенних
мiкроорганiзмiв i, поряд з непатогенними, патогеннi представники живуть
в органiзмi людей, поширюючись при цьому досить нерiвномiрно на рiзнi
дiлянки людського тiла.
Якщо видiлення патогенного стафiлокока, iз кровi хворих людей i рiзних
порожнин, якi прийнято вважати стерильними, у переважнiй бiльшостi
випадкiв може бути доказом його ролi як збудника хвороби, то присутнiсть
стафiлококiв на слизових зева, носа й т. д. навiть при явному
хворобливому станi ïх вимагає великоï обережностi
дослiдника у висновках про етиологии даних захворювань.
Тому, природно, не може бути загальних рекомендацiй, як при дiагностицi
рiзних стафилококкових iнфекцiй, так i при мiкробiологiчних дослiдженнях
дiлянок тiла людини й рiзних об'єктiв зовнiшнього середовища.
Широкий обмiн думками мiж мiкробiологами наукових установ i практичних
лабораторiй, здiйснюваний на з'ïздах i конференцiях, присвячених
проблемам стафилококкових iнфекцiй, а також при особистих контактах,
здавалося б, повинен був привести до певних поглядiв на рiзнi методи
дослiдження, пропонованi для видiлення й iдентифiкацiï
стафiлококiв. Однак велика кiлькiсть запитiв, що надходять iз
лабораторiй СЕС i лiкувальних установ, свiдчить про явнi утруднення, якi
виникають у дослiдникiв при рiшеннi рiзних питань мiкробiологiчноï
дiагностики стафiлококiв, а в рядi мiкробiологiчних установ iснують ще
деякi застарiлi методи й прийоми, що приводять до неправильних оцiнок i
навiть прикрих непорозумiнь.
Важливою умовою ефективностi лабораторноï дiагностики є
сочетанное визначення якiсних i кiлькiсних критерiïв змiсту
патогенних стафiлококiв у дослiджуваному матерiалi. Виходячи iз цього, я
вважаю за необхiдне викласти ряд методiв основних мiкробiологiчних
дослiджень, найбiльш простих i доступних для кожноï практичноï
й науковоï лабораторiï, якими ми користуємося протягом
багатьох лет.
ОСНОВНI ПРИНЦИПИ ВИЯВЛЕННЯ Й IДЕНТИФIКАЦIÏ ПАТОГЕННИХ СТАФIЛОКОКIВ
Попередня дiагностика стафiлококiв може ґрунтуватися на
бактериоскопическом вивченнi препаратiв — мазкiв, пофарбованих по
Граму. Патогеннi стафiлококи, крiм гроздевидного розташування,
характеризуються правильною сферичною формою клiтин. Виявлення
стафiлококiв, що перебувають усерединi клiтин, дозволяє дати
вiдповiдь про наявнiсть стафилококковой iнфекцiï. У бiльшостi ж
випадкiв для точного встановлення патогенностi виявлених стафiлококiв
потрiбно видiлити цi мiкроорганiзми в чистiй культурi шляхом посiву
дослiджуваного матерiалу на щiльнi живильнi. середовища
У цей час асортименти диференцiальних, елективних i накопичувальних
середовищ, запропонованих для видiлення патогенних стафiлококiв, досить
значний i продовжує розширюватися. Багато дослiдникiв на основi
знання основних бiохiмiчних характеристик i живильних потреб патогенних
стафiлококiв при конструюваннi середовищ прагнуть пiдвищити ïх
висеиваемость i забезпечити можливiсть здiйснювати ïхнiй кiлькiсний
облiк, одержати надiйний спосiб вiдрiзняти потенцiйно хвороботворнi
стафiлококи вiд сапрофiтiв. Уживання рiдких накопичувальних середовищ
для первинного видiлення стафiлококiв недоцiльно, тому що
позбавляє дослiдника можливостi кiлькiсноï оцiнки змiсту
мiкробiв в обстежуваних об'єктах, а при випадкових забрудненнях
сприяє помилкам. Особливо це ставиться до таких дослiджень, як
виявлення носительства патогенних стафiлококiв, де доказом є лише
масивний рiст, або визначення етиологической ролi цих мiкроорганiзмiв
при харчових отруєннях або зовнiшнiх запальних процесах. Якщо жпротягом
мова йде про дослiдження кровi, а також про тi деякi випадки, коли
буває необхiдно виявити навiть одиничнi життєздатнi особини
цих мiкробiв, наприклад при контролi ефективностi дезiнфекцiï,
перевiрцi на стерильнiсть або титрационних посiвах, то в подiбних
випадках використання накопичувальних середовищ цiлком виправдано.
З великого числа рiзноманiтних живильних, середовищ випробуваних для
первинного видiлення стафiлококiв, у практицi виправдав, ;1′ себе
деякi. Звичайний живильний агар (рН 7,2 7,4) , приготовлений шляхом
додавання 2% агар-агару до мясопептонному бульйону або до триптическому
перевару Хоттингера, може бути використаний при дослiдженнi екссудатов
iз закритих порожнин. Стафiлококи виростають через 1824 год
iнкубацiï при 37њ С у видi гладких блискучих з рiвними краями
непрозорих i злегка опуклих колонiй. Характер пiгменту виявляється
краще пiсля додаткового добового витримування чашок при кiмнатнiй
температурi (20њ С) на свiтлi. Якщо в дослiджуваному матерiалi присутнiй
стороння флора, то по зовнiшньому виглядi колонiï стафiлококiв
можуть бути трудноотличими.
Уживання кров'яного агару дає можливiсть, крiм виявлення пiгменту,
визначити й гемолитическую активнiсть стафiлококiв. При цьому необхiдно
пам'ятати, що гемолитическая здатнiсть, обумовлена на чашках iз
кров'яним агаром, залежить вiд багатьох факторiв — виду кровi,
ïï концентрацiï, наявностi в нiй антитоксинiв, товщини
шаруючи середовища, змiсту вуглекислого газу в атмосферi культивування,
густоти посiву, присутностi й характеру супутньоï флори й т. д.
При доборi колонiй iз кров'яного агару необхiдно отвивать як
гемолитические, так i не дають гемолiзу, особливо якщо дослiдження
проводиться на середовищi з людською або кiнською кров'ю, а вiдсутнiсть
гемолiзу на таких середовищах не дозволяє укласти про вiдсутнiсть
взагалi гемолитической активностi. Тому використання кров'яного агару
для первинного посiву доцiльно тiльки при обстеженнi об'єктiв, що
не мiстять сторонньоï мiкрофлори, i бажано додавати в живильна кров
середовище кролика або барана.
Якщо ж проводиться дослiдження гноячи вiдкритих ран або вiдокремлюваного
виразок або свищiв, то варто користуватися елективно-диференцiальним
середовищем для стафiлококiв — желточно-сольовим агаром (ЖСА) Г.
Н. Чистовича. Елективность цього середовища забезпечується високим
змiстом хлористого натрiю, а доданий яєчний жовток дозволяє
виявляти лецитовителлазную активнiсть, що є одним з показникiв
патогенностi стафiлококiв i в силу цього ЖСА бiльш чiтко
диференцiює патогенних представникiв, чим кров'яний агар.
Готування ЖСА нескладно.
Заготовляють взапас i стерилiзують в автоклавi при 120 њС
20 хв живильний агар (МПА або Хоттингера) рН 7,27,4, що мiстить 10%
повареноï солi. Перед уживанням сольовий живильний агар
розтоплюють, остуджують до 4550 њС и додають до нього 20% по обсязi
стерильноï желточной суспензiï (1 жовток курячого яйця на 200
мол фiзiологiчного розчину) . Для кращого емульсування бажано мати колби
зi скляним намистом. Пiсля ретельного перемiшування середовище
розливають по 20-25 мол у чашки, якi можуть зберiгатися в холодильнику
протягом декiлькох днiв.
Варто робити масивний посiв дослiджуваного матерiалу на чашки iз ЖСА, а
iнкубацiю вести протягом 2 доби при 3537њ С. Стороння флора рiзко
придушується, стафiлококи ж на ЖСА виростають практично в чистiй
культурi. Безпосередньо при переглядi чашок навколо колонiй
вiдзначається утворення райдужних вiночкiв i мутноï зони
— лецитовителлазная реакцiя. Такi колонiï, не менш двох з
кожного посiву, отвивают на скошений мясо-пептонний агар для
наступноï перевiрки вирослих культур у реакцiï плазмо-
коагуляции.
Щоб уникнути помилок у визначеннi желточной реакцiï, необхiдно мати
на увазi, що iнодi спостерiгається помутнiння середовища без
райдужного ободка, у цьому випадку проба на лецитовителлазу
вважається негативною. Якщо ж колонiï, що виросли на ЖСА, не
дають лецитовителлазной реакцiï, тобто не оточенi райдужним
вiночком, але є рiст стафiлококiв, то ïх теж уважають
пiдозрiлими й також отвивают не менш двох з кожного такого посiву на
чашки iз простим живильним агаром плямами дiаметром 510 мм. Пiсля
добового инкубирования при 37њ С отриманi макроколонiï перевiряють
у реакцiï плазмоагглютинации, для чого мiкробну масу розмiшують
петлею на склi в краплях цитратной кролячоï або людськоï
плазми, розведеноï 1:4. Утворення пластiвцiв ураховують протягом 30
з-с-1 мiн. При наявностi плазмоагглютинации такi штами вважають
пiдозрiлими й отвивают на скошений агар для подальшого вивчення в
коагулазной реакцiï. При такому доборi число штамiв патогенних
стафiлококiв, що пропускаються, людського походження невелико, культури
ж, видiленi вiд тварин, потрiбно перевiряти в реакцiï
плазмокоагуляции.
Коагулазная проба є основною ознакою, що визначає
хвороботворнiсть стафiлококiв, тому ïï постановка
вимагає до себе максимальноï уваги. Для виявлення коагулазной
активностi в стафiлококiв, видiлених вiд людей, можна користуватися як
цiльною кров'ю, так i плазмою кроликiв або людини. Можна використовувати
також кров або плазму, узяту безпосередньо вiд людини. Консервована
плазма або кров, використовуванi для переливання, непридатнi для
реакцiï, тому що до них часто додаються консерванти, якi
перешкоджають життєдiяльностi стафiлококiв, прояву коагулазной
активностi. Не слiд застосовувати кров тварин або людей, що переносять
стафилококковие захворювання, особливо затяжнi, тому що вона може
виявитися нестерильноï й мiстити антикоагулазу. При роботi зi
стафiлококами, видiленими вiд рогатоï худоби, можна користуватися
бичачою кров'ю.
Асептично взяту кров стабiлiзують за допомогою 1-4% цитрату або 0,1%
оксалату. Для одержання плазми нiтратну кров центрифугують або
вiдстоюють на холодi. Але, як уже говорилося, можна користуватися й
цiльною кров'ю. Потiм кров розводять стерильним фiзiологiчним розчином у
спiввiдношеннi 1:3 або 1:5 i розливають по 0,2-0,3 мол у стерильнi
пробiрки, якi перед стерилiзацiєю повиннi бути ретельно вимитi,
тому що залишки хiмiчних речовин можуть впливати на результат
плазмокоагуляции.
Випробуванi агаровi культури стафiлококiв вносять петлею в плазму й
добре перемiшують. Бульйоннi культури вносять пiпеткою в обсязi 0,1 мол
У кожному досвiдi необхiдно ставити контроль iз культурами свiдомо
патогенних стафiлококiв, що дають коагулазную реакцiю, i штамами
коагулазоотрицательних мiкроорганiзмiв. Крiм того, частина пробiрок з
розлитою плазмою варто залишати не засiяноï мiкробами й витримувати
в термостатi протягом усього строку досвiду. У випадку настання
коагуляцiï хоча б в однiй з них весь досвiд потрiбно переставити з
новою порцiєю кровi. Пробiрки з дослiджуваними культурами
витримують у термостатi при 37 њС у плин доби. Облiк результатiв
проводиться обов'язково двiчi: через 2-3 год i 24 ч. Ураховують
згортання плазми й утворення згусткiв. Звичайно культури, активно
продуцирующие коагулазу, дають позитивну реакцiю вже через 2-3 ч. а якщо
вони володiють i вираженоï фибринолитической активнiстю, те
спочатку, що утворилися згустки, можуть пiддатися розплавлюванню до
кiнця доби. Слабокоагулирующие штами можуть давати позитивну реакцiю в
пiзнiй термiн-до кiнця доби. Досвiди, що дали сумнiвний результат,
необхiдно повторити.
Деякi дослiдники, одержавши негативний або сумнiвний результат,
залишають пробiрки на столi. Цього робити не можна, тому що згортання
плазми в бiльше пiзнiй термiн може носити не специфiчний характер i його
не слiд приймати в увагу.
Стафiлококи, що дають позитивну коагулазную пробу, повиннi розглядатися
як потенцiйно патогеннi, незалежно вiд наявностi або вiдсутностi в них
гемолитических властивостей i характеру пiгменту, ïх вiдносять до
виду St. aureus i надалi пiддають фаготипизации й перевiрцi на
чутливiсть до антибiотикiв.
Поглиблене вивчання стафiлококiв показало, що основна ознака
патогенностi — коагулазная реакцiя може пiддаватися мiнливостi при
впливi рiзних факторiв (Г. Н. Чистович, 1961; Е. М. Падерiна, 1966) ,
тому в рядi випадкiв, при видiленнi коагулазонегативних стафiлококiв у
монокультурi з патологiчних вогнищ, доцiльно вивчити в них iншi ознаки
потенцiйноï хвороботворностi й насамперед — здатнiсть
ферментувати маннит в анаеробних умовах. Вiдомо, що серед
коагулазоотрицательних частина культур має здатнiсть розщеплювати
маннит в анаеробних умовах (8,4% — по даним А. А. Акатова й М. Л.
Хатеневер, 1974) . Визначення ферментацiï маннита в анаеробних
умовах технiчно дуже просто й здiйснюється шляхом посiву уколом
дослiджуваних культур у пробiрки з високим стовпчиком напiврiдкого агару
Хоттннгера, що мiстить 1% маннита й 0,004% iндикатора бромкрезолпурпура
або бромтимолблау (рН == 7,2) . Це середовище перед посiвом регенерують
, тобто кип'ятять у водянiй лазнi, швидко прохолоджують, а пiсля посiву
заливають шаром стерильного вазелiнового масла. Посiви инкубируют при 37
њС у плин 5 днiв. Однак у значному числi випадкiв результати можуть бути
врахованi вже через добу.
Поряд з реакцiєю плазмокоагуляции, велике значення придбала ще
одна важлива здатнiсть стафiлококiв, що характеризує ïхнiй
потенцiйну патогеннiсть, — дезоксирибонуклеазная активнiсть.
Багато дослiдникiв повiдомляють про високу кореляцiю цiєï
ознаки з коагулазной активнiстю й токсигенностью дослiджуваних культур;
вiдзначають, що стафiлококи, видiленi з патологiчного матерiалу, як
правило, мають Днк^-азу. Коагула-Зопозитивние штами, отриманi вiд
носiïв, можуть не мати цього ферменту, i звичайна вiдсутнiсть
дезоксирибонуклеазной активностi сполучається з низькою
бiохiмiчною здатнiстю й атоксигенностью таких культур стафiлококiв.
За спостереженнями деяких дослiдникiв, серед коагулазонегативних штамiв
стафiлококiв, але обладавших iншими ознаками патогенностi, видiлених у
рядi випадкiв вiд хворих з рiзними гнiйними iнфекцiями,
дезоксирибонуклеазную активнiсть проявляли вiд 10 до 29% таких культур
(И. И. Панишева й сотр., 1967; Franklin i соавт., 1966; Lierd i Golde,
1970) .
У цей час цей тест може служити надiйною диференцiальною ознакою мiж
патогенними й непатогенними стафiлококами й у той же час може допомогти
в диференцiацiï ступеня патогенностi коагулазопозитивних штамiв i,
безумовно, приверне увагу до коагулазонегативним, але ферментом, що
володiє цим, культурам стафiлококiв i в рядi випадкiв дозволить
вiднести останнi до хвороботворних форм iз бiльшою впевненiстю.
Методика визначення дезоксирибонуклеазной активностi нескладна, в основу
ïï покладений метод Джеффриса. Готовлять взапас 2% МПА (рН8,6)
, що мiстить ДНК (2 мг/мол середовища) , розливають по флаконах i
стерилiзують текучою парою протягом 30 хв. Перед розливом у чашки до
середовища додають CaCIa (0,8 мг/мол) . На пiдсушене середовище
засiвають добовi культури стафiлококiв. Пiсля iнкубацiï протягом
1820 год при 37њ, на поверхню середовища наливають IN розчин НС1 i через
710 хв ураховують зони просвiтлiння, якi оцiнюють хрестами (Н. Б.
Мордвинова й соавт., 1967) .
Нами запропонований бiльше економiчний метод для виявлення Днк-ази в
мiкроорганiзмiв. Цей спосiб, крiм зменшення в 2 рази витрати ДНК на
кожний досвiд, дозволяє використовувати бiльше дешеву
низкополимерную нуклеиновую кислоту, виготовлену Олайнским заводом
хiмiчних реактивiв. Пропонована методика широко апробована на кафедрi
мiкробiологiï ЛСГМИ й по якостi результатiв не уступає
загальноприйнятоï. Тому ми приводимо ïï докладний опис.
Для готування робочого розчину ДНК, навiшення нуклеиновой кислоти з
розрахунку 10 мг/мол помiщають у дистильовану воду, додають 0,5 мол 0,2%
(або 0,8%) розчину NaOH на кожнi 10 мол води. Для кращого розчинення ДНК
сумiш або нагрiвають до кипiння у водянiй лазнi при постiйному
перемiшуваннi скляною паличкою, або залишають на нiч при 37 њС у
термостатi. До розплавленого й охолодженому до 50 њС МПА додають робочий
розчин ДНК iз розрахунку 1 мг/мол (на 9 мол МПА1 мол розчину ДНК) ,
перемiшують, розливають по10л(л у пробiрки, стерилiзують текучою парою
протягом 30 хв або в автоклавi при 0,5 атмосфери протягом 20 хв. Строк
зберiгання — 1-2 мес.
При постановцi досвiду стовпчики агару iз ДНК розтоплюють, у водянiй
лазнi додають 0,1 мол официнального стерильного 10% р-ра Сась,
перемiшують i виливають на шар добре пiдсушеного живильного агару в
чашки Петри й знову пiдсушують. Добову агарову культуру засiвають
маленькими бляшками (дiаметр дорiвнює 2-2,5 мм) або штампом-
репликатором не бiльше 20-25 бляшок, щоб уникнути злиття зон
деполимеризации ДНК. Пiсля 18- 20-годинноï iнкубацiï поверхня
агару заливають 5 мол IN розчину НС1 i через 3-5 хв ураховують зони
просвiтлiння. Реакцiï оцiнюють у хрестах.
При цьому варто врахувати, що iнтенсивнiсть зони деполимеризации на
щiльному середовищi не завжди збiгається з кiлькiстю
продукцiï цього ферменту в дослiджуваних стафiлококiв у рiдких
середовищах.
Для виявлення фiбринолiзину використовують трохи вдосконалений метод
Кристи iз сотр.
Середовище Кристи-Чепмена має наступний склад: м'ясний екстракт-
0,45 г, пептон-0,75 г, хлористий натрiй-1,2 г, агар-2,75 г, вода-130
мол, рн середовища == 7,0. Стерилiзується в автоклавi й
зберiгається взапас.
Перед досвiдом середовище розтоплюють, остуджують до 50 њС и додають
1520% стерильноï цитратной людськоï плазми. Сумiш
прогрiвається у водянiй лазнi при 6570њС у плин 2 5 хв до появи
ясноï каламутi, а потiм розливається в чашки. Випробуванi
культури засiвають плямами по 1520 на чашку. Посiви инкубируют при 37
њС. Ураховується утворення зон просвiтлiння навколо колонiï
спочатку через 14 год, потiм через 24 i 48 год, тому що реакцiя в рiзних
культур тече неоднаково швидко й у ряду штамiв вона розвивається в
бiльше пiзнiй термiн.
Фибринолитический тест ми вважаємо досить придатним для визначення
потенцiйноï хвороботворностi стафiлококiв, але оцiнюємо
тiльки в комплексi з iншими ознаками активностi.
Гиалуронидазная активнiсть визначається по методу Мак-Клина в
модифiкацiï М. Ш. Могилевского й Л. С. Коган (1949) .
Розчин гиалуроната дающий у присутностi 2 N оцтовi кислоти типовий
згусток, розливається по 0,5 мол у стерильнi пробiрки.
Додається 0,5 мол добовоï культури стафiлокока в пептонной
водi. Контролями служать: гиалуропат + дистильована вода й гиалуропат +
незасiяне середовище. Сумiшi струшуються й видерживаются при 37 њС 1520
хв. Потiм у кожну пробiрку додається по двох краплi 2 N розчини
оцтовоï кислоти й струшується. У контролях повинен утворитися
слизова грудочка. У досвiдi при наявностi гиалуронидази вiн вiдсутнiй,
що свiдчить про деполимеризации гиалуроновой кислоти мiкробним
ферментом.
Для вивчення токсигенности стафiлококiв зручно користуватися методом,
запропонованим Илеком i Леви (1950) , що дозволяє визначити типи
гемолизинов.
Iз цiєю метою готуються чашки з живильним агаром, що мiстить 5%
вiдмитих фiзiологiчним розчином еритроцитiв барана, кролика й людину. На
поверхню живильного по середовища дiаметру помiщають стерильну смужку
фiльтрувального паперу, змочену альфа-антитоксичною сироваткою.
Вiдступивши 12 мол вiд краю смужки, перпендикулярно до неï
засiвають штрихами дослiджуванi культури. Посiви инкубируют при 37 њС у
плин доби, пiсля чого враховують результати.
Альфа-гемолiз проявляється у виглядi повного просвiтлiння
середовища навколо штриха культури й нейтралiзується альфа-
антитоксичною сироваткою. Вiн виявляється на середовищах iз
кролячими й баранячими еритроцитами Бета-гемолiз на агарi з баранячою
кров'ю дає часткове просвiтлiння, зона якого має бурувато-
пурпурний вiдтiнок. Це тепло^-холодовий токсин i краще виявляється
пiсля додаткового добового витримування чашок у холодильнику при
температурi +4 њС по характерному пошаровому гемолiзi баранячих
еритроцитiв i не централiзується альфа-антитоксичною сироваткою.
На кролячих еритроцитах вiн не активний. Дельта-гемолизин
визначається по вузькiй смужцi гемолiзу баранячих i кролячих
еритроцитiв, не нейтралiзується альфа-антитоксичною сироваткою.
Однак утворення дельта-гемоли-зина на цих чашках може бути замасковано
дiєю альфа-токсину й тому його варто перевiряти на середовищах з
еритроцитами людини або коня. Таким чином, для визначення всiх 3 типiв
гемолизинов досить використовувати еритроцити барана й людини або коня.
Для визначення вiрулентностi стафiлококiв iснують кiлька рiзних методiв
зараження бiлих мишей.
Найбiльш простим є введення 0,1 мол добовоï бульйонноï
культури випробуваного стафiлокока у хвостову вену. Облiк загибелi
тварин здiйснюється протягом 10 доби, реєструють наявнiсть
абсцесiв у бруньках.
Зручно користуватися способом Badenski i сотр. (1958) , Добова бульйонна
культура центрифугируется при 3000 про/хв — 30 хв. Отриманий осад
ресуспендируется в половинному обсязi декантата й у кiлькостi 0,05 мол
уводиться 6 мишам за очним яблуком в окологлазничную клiтковину.
Культуру, що викликає загибель половини й бiльше заражених мишей
протягом 6 днiв, уважають вiрулентноï.
При цих методах зараження вiрулентною культурою у тварин
розвивається громад септичний процес iз переважною поразкою
бруньок. Основна загибель мишеи вiдбувається на 3- 5-й день пiсля
зараження.
Iншi способи зараження бiлих мишей (внутрiочеревинний i интраназальний)
вимагають у десятки разiв бiльшоï дози, що заражає, максимум
загибелi мишей доводиться на 1- 2-е доба, що характеризує
переважно токсичний компонент процесу (С. А. Анатолiй, И. И.
Антоновська, 1967) .
У той же час ряд дослiдникiв вiддають перевагу бiльше простому технiчно
внутрiочеревинному способу зараження мишей, що одночасно дозволяє
вивчати клiтиннi й гуморальнi механiзми розвитку iнфекцiï.
Зiставлення вiрулентностi стафiлококiв для бiлих мишей з окремими
факторами ïхньоï патогенностi показало, що вiрулентнiсть
штамiв, по даним великоï кiлькостi дослiдникiв, корелює з
рiвнем альфа-гемотоксина. Що стосується iнших ознак патогенностi i
ïхньоï кореляцiï з вiрулентнiстю, те отриманi суперечливi
вiдомостi. Так, за даними С. А. Анатолiя (1969) , вiрулентнiсть штамiв
корелювала iз продукцiєю бета-гемолизина, летального фактора,
лецитовителлази, гиалуронидази й коагулази. А. К. Акатов (1968) не
вiдзначає кореляцiï вiрулентностi з коагулазной, лециговител-
лазной, фибринолитической активнiстю, не встановлена кореляцiя з дельта-
токсигенностью.
Для порiвняння вiрулентностi стафилококкових культур можна
використовувати ïхню здатнiсть викликати дермонекротическую реакцiю
в кроликiв.
Готовлять 4-мiльярдну суспензiю добовоï агаровоï культури
стафiлокока у фiзiологiчному розчинi, а з отриманоï густоти роблять
розведення, щоб одержати 2-2- i 1-мiльярднi суспензiï. З кожного
розведення в обсязi 0,1 мол, що становить 100,200,400 мiльйонiв
мiкробних тiл, уводять кроликовi у вистрижену або депилированную
напередоднi шкiру. На одному кролику можна одночасно поставити до 8
внутрiшкiрних проб. Щодня вiдзначають прояву дермонекротической
реакцiï, а остаточно на 4-е доба. За мiнiмальну дермонекротическую
дозу приймають ту найменшу кiлькiсть культури, що дає некроз на
4-е доба (Г. В. Вигодчиков, 1963) .
